Preview

Антибиотики и Химиотерапия

Расширенный поиск

Исследование резистентности к антибиотикам бактерий рода Bacillus, выделенных из Международной космической станции и больничной лаборатории

https://doi.org/10.37489/0235-2990-2024-69-3-4-4-13

EDN: BKZWDU

Аннотация

Актуальность. К настоящему времени мало данных о клинических характеристиках бактерий рода Bacillus, обитающих в чистых комнатах и асептических помещениях.

Цель исследования — идентификация и определение устойчивости к клинически значимым антибиотикам штаммов Bacillus, выделенных с Международной космической станции и медицинской лаборатории.

Материалы и методы. Идентификация изолятов осуществлена методами анализа гена 16S рРНК, MALDI-TOF и полногеномного секвенирования. Чувствительность к антибиотикам оценивали диско-диффузионным методом.

Результаты. У семи штаммов Bacillus из 13 обнаружена резистентность к имипенему, у каждого из B. cereus LR2HG21, HSA01, HSA03, HSA12 — к имипенему, ципрофлоксацину, левофлоксацину и норфлоксацину. Полногеномное секвенирование B. cereus LR2HG21, HSA01, HSA03, HSA12 и B. safensis SE192, устойчивых к имипенему и меропенему, показало, что резистентность к ним обеспечивает ген TEM-116. Кроме TEM-116, устойчивость B. cereus LR2HG21 к имипенему и меропенему, а B. cereus HSA01 и HSA03 к имипенему обеспечивают гены BcI и/или BcII. Резистентность к эритромицину у B. subtilis SE15 и B. subtilis SE171 кодирует ген mphK.

Заключение. У разных штаммов Bacillus устойчивость к определённому антибиотику может обеспечиваться одним или несколькими механизмами одновременно.

Об авторах

Р. Р. Еникеев
Lomonosov Moscow State University
Россия

Еникеев Радмир Рустамович — кафедра микробиологии, Биологический факультет

Ленинские горы, д. 1, стр. 12, г. Москва, 119234



Л. М. Захарчук
Lomonosov Moscow State University
Россия

Захарчук Леонид Михайлович — д. б. н., доцент кафедры микробиологии, биологический факультет 

Ленинские горы, д. 1, стр. 12, г. Москва, 119234



Список литературы

1. Nikaido H. Multidrug resistance in bacteria. Annu Rev Biochem. 2009; 78: 119-146. doi: 10.1146/annurev.biochem.78.082907.145923.

2. Freedberg D.E., Salmasian H., Cohen B., Abrams J.A., Larson E.L. Receipt of antibiotics in hospitalized patients and risk for Clostridium difficile infection in subsequent patients who occupy the same bed. JAMA Intern Med. 2016; 176 (12): 1801–1808. doi: 10.1001/jamainternmed.2016.6193.

3. Quagliariello A., Cirigliano A., Rinaldi T. Bacilli in the International Space Station. Microorganisms. 2022; 10 (12): 2309. doi: org/10.3390/microorganisms10122309.

4. Novikova N., De Boever P., Poddubko S., Deshevaya E., Polikarpov N., Rakova N., Coninx I., Mergeay M. Survey of environmental biocontamination on board the International Space Station. Res Microbiol. 2006; 157 (1): 5–12. doi: 10.1016/j.resmic.2005.07.010.

5. Ehling-Schulz M., Lereclus D., Koehler T.M. The Bacillus cereus group: Bacillus species with pathogenic potential. Microbiol Spectr. 2019; 7 (3): 10.1128/microbiolspec.GPP3-0032-2018. doi: 10.1128/microbiolspec.GPP30032-2018.

6. Furuta Y., Tsujinouchi M., Shawa M., Zorigt T., Miyajima Y., Paudel A. et al. Complete genome sequences of 24 strains of Bacillus cereus isolated from nosocomial infection and bacteremia cases in Japan. Microbiol Resour Announc. 2022; 11 (4): e0120321. doi: 10.1128/mra.01203-21.

7. Yenikeyev R., Tatarinova N., Zakharchuk L. Mechanisms of resistance to clinically significant antibiotics of bacterial strains of the genus bacillus isolated from samples from the International Space Station. Moscow University Biological Sciences Bulletin. 2020; 75: 224–230. doi: https://doi.org/10.3103/S0096392520040045.

8. Yenikeyev R., Tatarinova N., Zakharchuk L., Vinogradova E. Mechanisms of resistance to clinically significant antibiotics in bacillus strains isolated from samples obtained from a medical institution. Moscow University Biological Sciences Bulletin. 2022; 77: 84–91. doi: https://doi.org/10.3103/S009639252202002X.

9. De Vos P., Garrity G., Jones D., Krieg N.R., Ludwig W., Rainey F.A., Schleifer K.H., Whitman W.B., editors. Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology. 2nd ed. Vol. 3, The Firmicutes. New York: Springer; 2009; 1450.

10. Hrabák J., Chudácková E., Walková R. Matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight (maldi-tof) mass spectrometry for detection of antibiotic resistance mechanisms: from research to routine diagnosis. Clin Microbiol Rev. 2013; 26 (1): 103–114. doi: 10.1128/CMR.00058-12.

11. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (EUCAST). Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters. Version 13.0, 2023. Available from: http://www.eucast.org.

12. Wood D.E., Salzberg S.L. Kraken: ultrafast metagenomic sequence classification using exact alignments. Genome Biol. 2014; 15: R46. doi: 10.1186/gb-2014-15-3-r46.

13. Alcock B.P., Huynh W., Chalil R., Smith K.W., Raphenya A.R., Wlodarski M.A. et al. CARD 2023: expanded curation, support for machine learning, and resistome prediction at the Comprehensive Antibiotic Resistance Database. Nucleic Acids Res. 2023; 51 (D1): D690–D699. doi: 10.1093/nar/gkac920

14. Bush K., Jacoby G.A. Updated functional classification of beta-lactamases. Antimicrob Agents Chemother. 2010; 54 (3): 969–976. doi: 10.1128/AAC.01009-09.

15. Tóth A.G., Csabai I., Judge M.F., Maróti G., Becsei Á., Spisák S. et al. Mobile antimicrobial resistance genes in probiotics. Antibiotics (Basel). 2021; 10 (11): 1287. Published 2021 Oct 21. doi: 10.3390/antibiotics10111287.

16. Berbers B., Saltykova A., Garcia-Graells C., Philipp P., Arella F., Marchal K. et al. Combining short and long read sequencing to characterize antimicrobial resistance genes on plasmids applied to an unauthorized genetically modified Bacillus. Sci Rep. 2020; 10 (1): 4310. Published 2020 Mar 9. doi: 10.1038/s41598-020-61158-0.

17. Sultan I., Ali A., Gogry F.A., Rather I.A., Sabir J.S.M., Haq Q.M.R. Bacterial isolates harboring antibiotics and heavy-metal resistance genes coexisting with mobile genetic elements in natural aquatic water bodies. Saudi J Biol Sci. 2020; 27 (10): 2660–2668. doi: 10.1016/j.sjbs.2020.06.002.

18. Torkar K.G., Bedenić B. Antimicrobial susceptibility and characterization of metallo-β-lactamases, extended-spectrum β-lactamases, and carbapenemases of Bacillus cereus isolates. Microb Pathog. 2018; 118: 140–145. doi: 10.1016/j.micpath.2018.03.026.

19. Davies R.B., Abraham E.P. Separation, purification and properties of beta-lactamase I and beta-lactamase II from Bacillus cereus 569/H/9. Biochem J. 1974; 143 (1): 115–127. doi: 10.1042/bj1430115.

20. Lim H.M., Pène J.J., Shaw R.W. Cloning, nucleotide sequence, and expression of the Bacillus cereus 5/B/6 beta-lactamase II structural gene. J Bacteriol. 1988; 170 (6): 2873–2878. doi: 10.1128/jb.170.6.2873-2878.1988.

21. Wilson D.N., Schluenzen F., Harms J.M., Starosta A.L., Connell S.R., Fucini P. The oxazolidinone antibiotics perturb the ribosomal peptidyltransferase center and effect tRNA positioning. Proc Natl Acad Sci USA. 2008; 105 (36): 13339–13344. doi: 10.1073/pnas.0804276105.

22. Hooper D.C. Mechanisms of action of antimicrobials: focus on fluoroquinolones. Clin Infect Dis. 2001; 32 Suppl 1: S9–S15. doi: 10.1086/319370.

23. Xia L.N., Li L., Wu C.M., Liu Y.Q., Tao X.Q., Dai L. et al. A survey of plasmid-mediated fluoroquinolone resistance genes from Escherichia coli isolates and their dissemination in Shandong, China. Foodborne Pathog Dis. 2010; 7 (2): 207–215. doi: 10.1089/fpd.2009.0378.

24. Golkar T., Zieliński M., Berghuis A.M. Look and outlook on enzyme-mediated macrolide resistance. Front Microbiol. 2018; 9: 1942. Published 2018 Aug 20. doi: 10.3389/fmicb.2018.01942.

25. Pawlowski A.C., Stogios P.J., Koteva K., Skarina T., Evdokimova E., Savchenko A. et al. The evolution of substrate discrimination in macrolide antibiotic resistance enzymes. Nat Commun. 2018; 9 (1): 112. Published 2018 Jan 9. doi: 10.1038/s41467-017-02680-0.

26. Wang C., Sui Z., Leclercq S.O., Zhang G., Zhao M., Chen W. et al. Functional characterization and phylogenetic analysis of acquired and intrinsic macrolide phosphotransferases in the Bacillus cereus group. Environ Microbiol. 2015; 17 (5): 1560–1573. doi: 10.1111/1462-2920.12578.

27. Silva-Del Toro S.L., Greenwood-Quaintance K.E., Patel R. In vitro activity of tedizolid against linezolid-resistant staphylococci and enterococci. Diagn Microbiol Infect Dis. 2016; 85 (1): 102–104. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2016.02.008.

28. Зубарева В.Д., Соколова О.В., Безбородова Н.А., Шкуратова И.А., Кривоногова А.С., Бытов М.В. Молекулярные механизмы и генетические детерминанты устойчивости к антибактериальным препаратам у микроорганизмов. Сельскохозяйственная биология. 2022; 57 (2): 237–256. doi: https://doi.org/10.15389/agrobiology.2022.2.237rus.

29. Tsiodras S., Gold H.S., Sakoulas G., Eliopoulos G.M., Wennersten C., Venkataraman L. et al. Linezolid resistance in a clinical isolate of Staphylococcus aureus. Lancet. 2001; 358 (9277): 207–208. doi: 10.1016/S0140-6736(01)05410-1.

30. Pournaras S., Ntokou E., Zarkotou O., Ranellou K., Themeli-Digalaki K., Stathopoulos C. et al. Linezolid dependence in Staphylococcus epidermidis bloodstream isolates. Emerg Infect Dis. 2013; 19 (1): 129–132. doi: 10.3201/eid1901.111527.

31. Wang Y., Lv Y., Cai J., Schwarz S., Cui L., Hu Z. et al. A novel gene, optr A, that confers transferable resistance to oxazolidinones and phenicols and its presence in Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium of human and animal origin. J Antimicrob Chemother. 2015; 70 (8): 2182–2190. doi: 10.1093/jac/dkv116.

32. Madrigal P., Singh N.K., Wood J.M., Gaudioso E., Hernández-Del-Olmo F., Mason C.E. et al. Machine learning algorithm to characterize antimicrobial resistance associated with the International Space Station surface microbiome. Microbiome. 2022; 10 (1): 134. Published 2022 Aug 24. doi: 10.1186/s40168-022-01332-w.

33. Mohammadi B., Gorkina N., Pérez-Reyes M.E., Smith S.A. Profiling toxin genes and antibiotic resistance in Bacillus cereus isolated from prelaunch spacecraft. Front Microbiol. 2023; 14: 1231726. Published 2023 Nov 15. doi: 10.3389/fmicb.2023.1231726.

34. Jorgensen J.H., McElmeel M.L., Fulcher L.C., Zimmer B.L. Detection of CTX-M-type extended-spectrum beta-lactamase (ESBLs) by testing with MicroScan overnight and ESBL confirmation panels. J Clin Microbiol. 2010; 48 (1): 120–123. doi: 10.1128/JCM.01507-09.

35. Meini M.R., Llarrull L.I., Vila A.J. Overcoming differences: the catalytic mechanism of metallo-β-lactamases. FEBS Lett. 2015; 589 (22): 3419–3432. doi: 10.1016/j.febslet.2015.08.015.


Рецензия

Для цитирования:


Еникеев Р.Р., Захарчук Л.М. Исследование резистентности к антибиотикам бактерий рода Bacillus, выделенных из Международной космической станции и больничной лаборатории. Антибиотики и Химиотерапия. 2024;69(3-4):4-13. https://doi.org/10.37489/0235-2990-2024-69-3-4-4-13. EDN: BKZWDU

For citation:


Yenikeyev R.R., Zakharchuk L.M. Study of Antibiotic Resistance of Bacillus Bacteria Isolated from the International Space Station and a Hospital Laboratory. Antibiot Khimioter = Antibiotics and Chemotherapy. 2024;69(3-4):4-13. (In Russ.) https://doi.org/10.37489/0235-2990-2024-69-3-4-4-13. EDN: BKZWDU

Просмотров: 517


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0235-2990 (Print)