Оценка антибактериальной активности экстрактов коры Betula pendula (березы повислой) в отношении уропатогенных микроорганизмов

Цель: оценить антибактериальную активность водного и спиртового экстрактов коры Betula pendula (березы повислой) в отношении различных микроорганизмов, вызывающих инфекции мочевыводящих путей.

Материал и методы. Были протестированы водный и этанольный экстракты биологически активных соединений из коры Betula pendula в отношении десяти клинических уропатогенных штаммов (грамположительные бактерии — Kocuria rhizophila 1542, Staphylococcus simulans 5882, Enterococcus avium 1669, Enterococcus faecalis 5960 и Corynebacterium spp. 1638; грамотрицательные бактерии — Enterococcus cloacae, Morganella morganii 6392, Escherichia coli 1449, Seratia mansescens 6441 и Achromobacter xylosoxidans 4892). Staphylococcus aureus ATCC 6538 и Escherichia coli ATCC 25922 использовали как референс-стандарты грамположительных и грамотрицательных микроорганизмов. Чувствительность опытных штаммов к антибиотику оценивали диско-диффузионным методом Кирби–Бауэра, в то время как антибактериальную активность полученных экстрактов оценивали с использованием метода диффузии в агар. Также определили минимальную подавляющую концентрацию (МПК) и минимальную бактерицидную концентрацию (МБК) методом серийных разведений.

Результаты. Кора B.pendula содержала 78,85% сухого вещества. Объёмный выход водного (AE) и этанольного экстрактов (EE) составлял 74,66% и 86,66% (об./об.), соответственно, тогда как их массовые выходы составляли 6,59% и 10,65% (мас./мас.). K.rizophilia 1542 и Corynebacterium spp. 1638 были наиболее устойчивыми бактериями с индексом множественной лекарственной устойчивости 0,45. AE и EE были активны в отношении всех тестируемых микроорганизмов. МПК AE варьировала от 8 до 32 мг / мл, тогда как МПК — от 2 до 16 мг / мл.

Заключение. Водный экстракт коры Betula pendula проявляет слабую антимикробную активность, тогда как этанольный экстракт проявляет более выраженную антимикробную активность, но обладает бактериостатическим действием.

1. Motse D.F.K., Ngaba G.P., Foko L.P.K., Ebongue C.O., Adiogo D.D. Etiologic profile and sensitivity pattern of germs responsible for urinary tract infection among under-five children in Douala, Cameroon: a Hospital Based Study. Avicenna J Clin Microbiol Infect. 2019; 6 (2): 49–56. doi: 10.34172/ajcmi.2019.10.

2. Walsh C., Collyns T. The pathophysiology of urinary tract infections. Surgery (Oxf), 2020; 38 (4): 191–196. doi: 10.1016/j.mpsur.2017.03.007.

3. Abou Heidar N.F., Degheili J.A., Yacoubian A.A., Khauli R.B. Management of urinary tract infection in women: a practical approach for everyday practice. Urol Ann. 2019; 11 (4): 339. doi: 10.4103/UA.UA_104_19.

4. Mbarga M.M.J., Andreevna S.L., Viktorovna P.I. Evaluation of apparent microflora and study of antibiotic resistance of coliforms isolated from the shells of poultry eggs in Moscow-Russia. J Adv Microbiol. 2020; 20 (4): 70–77. doi: 10.9734/jamb/2020/v20i430242.

5. Суадкиа С., Подопригора И. В., Яшина Н. В., Саруханова Л. Е., Кравцов Э. Г. Антибиотикорезистентные уропатогенные Escherichia coli, выделенные от детей с врождёнными аномалиями развития мочевыделительной системы 7–8 (23–26). doi: 10.37489/0235-2990-2020-65-7-8-23-26.

6. Wojnicz D., Kucharska A.Z., Sokół-Łętowska A., Kicia M., Tichaczek-Goska D. Medicinal plants extracts affect virulence factors expression and biofilm formation by the uropathogenic Escherichia coli. Urol Res. 2012; 40 (6): 683–97. doi: 10.1007/s00240-012-0499-6.

7. Manga M.J.A., Viktorovna P.I., Grigorievna V.E., Davares A.K., Sergeevna D.M. et al. Prolonged exposure to antimicrobials induces changes in susceptibility to antibiotics, biofilm formation and pathogenicity in Staphylococcus aureus. Journal of Pharmaceutical Research International, 2021; 33 (34B): 140–151. doi: 10.9734/jpri/2021/v33i34B31856.

8. CLSI: Clinical & Laboratory Standards Institute. Control methods. Biological and micro-biological factors: Determination of the sensitivity of microorganisms to antibacterial drugs. Federal Center for Sanitary and Epidemiological Surveillance of Ministry of Health of Russia; 2019.

9. Mondal A.H., Yadav D., Mitra S., Mukhopadhyay K. Biosynthesis of silver nanoparticles using culture supernatant of shewanella sp. Ary1 and their antibacterial activity. International Journal of Nanomedicine, 2020; 15: 8295. doi: 10.2147/IJN.S274535.

10. Arsene M.M.J., Podoprigora I.V., Davares A.K.L., Razan M., Das M. S., Senyagin A. N. Antibacterial activity of grapefruit peel extracts and greensynthesized silver nanoparticles, Veterinary World. 2021; 14 (5): 1330–1341. doi: 10.14202/vetworld.2021.1330-1341.

11. Ezemokwe G.C., Aguiyi J.C., Chollom F.P. The antibacterial activity of aqueous and ethanolic leaf extracts of Balanites aegyptiaca (L.) Del plant on some selected clinical human pathogens. J. Adv. Microbiol. 2020; 20(10): 51–66. doi:10.9734/jamb/2020/v20i1030290.

12. Ibrahim M.A., Emlee A.M. Anti-fungal study on aqueous and ethanolic leaves extracts of Piper sarmentosum. Matrix Sci. Pharm. 2020; 4 (1): 13.doi: 10.4103/MTSP.MTSP_3_20.

13. Noshad M. Evaluation of the effect of aqueous and ethanolic extraction methods on extraction yield, phenolic compounds, and antioxidant and antimicrobial activity of Stachys schtschegleevii extract. Food Sci Technol. 2020; 17 (100): 117–125.

14. Gonfa T., Teketle S., Kiros T. Effect of extraction solvent on qualitative and quantitative analysis of major phyto-constituents and in-vitro antioxidant activity evaluation of Cadaba rotundifolia Forssk leaf extracts. Cogent Food Agric. 2020; 6 (1): 1853867. doi: 10.1080/23311932.2020.1853867.

15. Shrestha U.T., Shrestha S., Adhikari N. et al. Plasmid profiling and occurrence of β-lactamase enzymes in multidrug-resistant uropathogenic Escherichia coli in Kathmandu, Nepal. Infect Drug Resist. 2020; 13: 1905–1917. doi:10.2147/IDR.S250591.

16. Onivogui G., Letsididi R., Diaby M., Wang L., Song Y. Influence of extraction solvents on antioxidant and antimicrobial activities of the pulp and seed of Anisophyllea laurina R. Br. ex Sabine fruits. Asian Pacific Journal of Tropical Biomedicine. 2015; 6(1): 20–25. doi:10.1016/j.apjtb.2015.09.023.

17. Al Farraj D.A., Abdel Gawwad M.R., Mehmood A., Alsalme A., Darwish N.M., Al-Zaqri N., Warad I. In-vitro antimicrobial activities of organic solvent extracts obtained from Dipcadi viride (L.) Moench. Journal of King Saud University — Science. 2020; 32 (2020): 1965–1968. doi:10.1016/j.jksus.2020.01.007.

18. Evbuomwan L., Chukwuka E.P., Obazenu E.I., Ilevbare L. Antibacterial activity of vernonia amygdalina leaf extracts against multidrug resistant bacterial isolates. J Appl Sci Environ Manage. 2018; 22 (1): 17–21. doi: 10.4314/jasem.v22i1.4.

19. Navid M.H., Laszczyk-Lauer M.N., Reichling J., Schnitzler P. Pentacyclic triterpenes in birch bark extract inhibit early step of herpes simplex virus type 1 replication, Phytomedicine. 2014; 21 (11): 1273–1280. doi: 10.1016/j.phymed.2014.06.007.

20. Kuete V. Potential of Cameroonian plants and derived products against microbial infections: a review. Planta Med. 2010; 76: 1479–1491. doi:10.1055/s-0030-1250027.