Прогнозирование эффективности азтреонама в отношении Klebsiella pneumoniae по результатам оценки чувствительности бактерии к антибиотику при увеличенном инокуляте

Актуальность. Минимальная подавляющая концентрация (МПК) антибиотика не позволяет прогнозировать риск развития устойчивости бактерий под воздействием антибиотика из-за малой выборки бактерий. Минимальная подавляющая концентрация антибиотика при увеличенном инокуляте (МПК_ВИ) может стать подходящим для такой цели параметром за счёт увеличенной выборки и простоты определения.

Цель. Исследование направлено на оценку потенциала использования МПК_ВИ как параметра для прогнозирования развития устойчивости Klebsiella pneumoniae к азтреонаму.

Методы. Оценили значения МПК и МПК_ВИ азтреонама в отношении двух штаммов K. pneumoniae методом микроразведений (объём 0,2 мл; инокулят 5×10⁵ и 5×10⁷ КОЕ/мл, соответственно) и сопоставили результаты с эффектом азтреонама в динамической системе in vitro, где моделировали режим применения азтреонама 2 г каждые 8 ч в виде 2-часовой инфузии в течение 5 сут.

Результаты. Эффективность азтреонама в отношении K. pneumoniae, наблюдаемая в динамической системе, согласовывалась со значениями МПК_ВИ после уточнения результатов по оценке жизнеспособности бактерий. При визуальной оценке значения МПК_ВИ были сильно завышены из-за избыточной мутности вследствие образования филаментных форм бактерии под действием азтреонама.

Заключение. Параметр МПК_ВИ можно использовать для прогнозирования развития устойчивости K. pneumoniae к азтреонаму при оценке значений данного параметра по численности жизнеспособных клеток, но не по визуальной границе роста. 

1. Национальный стандарт Российской Федерации ГОСТ Р ИСО 207761-2022. Исследование чувствительности инфекционных агентов и оценка функциональных характеристик изделий для исследования чувствительности к антимикробным средствам. Часть 1. Референтный метод микроразведений в бульоне для лабораторного исследования активности антимикробных агентов по отношению к быстрорастущим аэробным бактериям, вызывающим инфекционные заболевания.

2. Baquero M., Galán J.C., del Carmen Turrientes M., Cantón R., Coque T.M., Martínez J.L., et al. Increased mutation frequencies in Escherichia coli isolates harboring extended-spectrum β-lactamases. Antimicrob Agents Chemother. 2005; 49 (11): 4754–4756. doi: 10.1128/AAC.49.11.47544756.2005.

3. Woodford N., Ellington M.J. The emergence of antibiotic resistance by mutation. Clin Microbiol Infect. 2007; 13 (1): 5–18. doi: 10.1111/j.14690691.2006.01492.x.

4. Mushtaq S., Vickers A., Ellaby N., Woodford N., Livermore D.M. Selection and characterization of mutational resistance to aztreonam/avibactam in β-lactamase-producing Enterobacterales. J Antimicrob Chemother. 2022; 77: 98–111. doi: 10.1093/jac/dkab346.

5. Zaccard C.R., Schell R.F., Spiegel C.A. Efficacy of bilateral bronchoalveolar lavage for diagnosis of ventilator-associated pneumonia. J Clin Microbiol. 2009; 47 (9): 2918–2924. doi: 10.1128/JCM.00747-09.

6. Gadsby N.J., McHugh M.P., Russell C.D., Mark H., Conway Morris A., Laurenson I.F., et al. Development of two real-time multiplex PCR assays for the detection and quantification of eight key bacterial pathogens in lower respiratory tract infections. Clin Microbiol Inf. 2015; 21 (8): 788.e1788.e13. doi: 10.1016/j.cmi.2015.05.004.

7. Wang H., Gu X., Weng Y., Xu T., Fu Z., Peng W., et al. Quantitative analysis of pathogens in the lower respiratory tract of patients with chronic obstructive pulmonary disease. BMC Pulmonary Medicine. 2015; 15: 94. doi: 10.1186/s12890-015-0094-z.

8. Homma T., Hori T., Sugimori G., Yamano Y. Pharmacodynamic assessment based on mutant prevention concentrations of fluoroquinolones to prevent the emergence of resistant mutants of Streptococcus pneumoniae. Antimicrob Agents Chemother. 2007; 51 (11): 3810–3815. doi: 10.1128/AAC.01372-06.

9. Firsov A.A., Smirnova M.V., Strukova E.N., Vostrov S.N., Portnoy Y.A., Zinner S.H. Enrichment of resistant Staphylococcus aureus at ciprofloxacin concentrations simulated within the mutant selection window: bolus versus continuous infusion. Int J Antimicrob Agents. 2008; 32: 488–493. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2008.06.031.

10. Liang B., Bai N., Cai Y., Wang R., Drlica K., Zhao X. Mutant prevention concentration-based pharmacokinetic/pharmacodynamic indices as dosing targets for suppressing the enrichment of levofloxacin-resistant subpopulations of Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother. 2011; 55 (5): 2409–2412. doi: 10.1128/AAC.00975-10.

11. Zhao X., Drlica K. Restricting the selection of antibiotic-resistant mutants: a general strategy derived from fluoroquinolone studies. Clin Infect Dis. 2001; 33 (Suppl 3): S147–S156. doi: 10.1086/321841.

12. Lenhard J.R., Bulman Z.P. Inoculum effect of b-lactam antibiotics. J Antimicrob Chemother. 2019; 74: 2825–2843. doi: 10.1093/jac/dkz226.

13. Golikova M.V., Strukova E.N., Alieva K.N., Ageevets V.A., Avdeeva A.A., Sulian O.S., et al. Meropenem MICs at standard and high inocula and mutant prevention concentration inter-relations: comparative study with non-carbapenemase-producing and OXA-48-, KPC- and NDMProducing Klebsiella pneumoniae. Antibiotics. 2023; 12: 872. doi: 10.3390/antibiotics12050872.

14. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint Tables for Interpretation of MICs and Zone Diameters. Version 13.0, 2023. Доступно по: http://www.eucast.org. Ссылка активна на 16.11.2023.

15. Blaser J., Stone B.B., Zinner S.H. Two compartment kinetic model with multiple artificial capillary units. J Antimicrob Chemother. 1985; 15 (Suppl A): 131–137. DOI: 10.1093/jac/15.suppl_A.131.

16. Alieva K.N., Golikova M.V., Dovzhenko S.A., Kobrin M.B., Strukova E.N., Ageevets V.A., et al. Testing the mutant selection window hypothesis with meropenem: In vitro model study with OXA-48-producing Klebsiella pneumoniae. PLoS ONE. 2023; 18 (8): e0288660. doi: 10.1371/journal.pone.0288660.

17. Lodise T.P., Smith N.M., O’Donnell N., Eakin A.E., Holden P.N., Boissonneault K.R., et al. Determining the optimal dosing of a novel combination regimen of ceftazidime/avibactam with aztreonam against NDM-1producing Enterobacteriaceae using a hollow-fibre infection model. J Antimicrob Chemother. 2020; 75: 2622–2632. DOI: 10.1093/jac/dkaa197

18. Xu H. Zhou W., Zhou D., et al. Evaluation of aztreonam dosing regimens in patients with normal and impaired renal function: a population pharmacokinetic modeling and Monte Carlo simulation analysis. J Clin Pharmacol. 2017; 57: 336–344. doi: 10.1002/jcph.810.

19. Cies J.J., LaCoursiere R.J., Moore II W.S., Chopra A. Therapeutic drug monitoring of prolonged infusion aztreonam for multi-drug resistant Pseudomonas aeruginosa: A Case Report. J Pediatr Pharmacol Ther. 2017; 22 (6): 467–470. doi: 10.5863/1551-6776-22.6.467.

20. Feng K., Jia N., Zhu P., Sy S., Liu Y., Dong D., et al. Aztreonam/avibactam effect on pharmacodynamic indices for mutant selection of Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae harbouring serine- and New Delhi metallo-β-lactamases. J Antimicrob Chemother. 2021; 76: 2875–2883. DOI: 10.1093/jac/dkab292.

21. Zhang J., Wu M., Diao S., Zhu S., Song C., Yue J., et al. Pharmacokinetic/pharmacodynamic evaluation of aztreonam/amoxicillin/clavulanate combination against New Delhi metallo-β-lactamase and serine-β-lactamase co-producing Escherichia coli and Klebsiella pneumoniae. Pharmaceutics. 2023; 15: 251. doi: 10.3390/pharmaceutics15010251.

22. Alieva K.N., Golikova M.V., Kuznetsova A.A., Zinner S.H. Fluorescence microscopy: determination of meropenem activity against Klebsiella pneumoniae. Antibiotics. 2023; 12: 1170. doi: 10.3390/antibiotics12071170.

23. Eng R.H.K., Cherubin C., Smith S.M., Buccini F. Inoculum effect of β-lactam antibiotics on Enterobacteriaceae. Antimicrob Agents Chemother. 1985; 28 (2): 601–606. doi: 10.1128/aac.28.5.601.

24. Cushnie TPT, O’Driscoll NH, Lamb AJ. Morphological and ultrastructural changes in bacterial cells as an indicator of antibacterial mechanism of action. Cell Mol Life Sci. 2016; 73: 4471–4492. doi: 10.1007/s00018-0162302-2.

25. Maglio D., Ong C., Banevicius M.A., Geng Q., Nightingale C.H., Nicolau D.P. Determination of the in vivo pharmacodynamic profile of cefepime against extended-spectrum-beta-lactamase-producing Escherichia coli at various inocula. Antimicrob Agents Chemother. 2004; 48 (6): 1941–1947. doi: 10.1128/AAC.48.6.1941–1947.2004.

26. Szabó D., Máthe ́ A., Filetóth Z., Anderlik P., Rókusz L., Rozgonyi F. In vitro and in vivo activities of amikacin, cefepime, amikacin plus cefepime, and imipenem against an SHV-5 extended-spectrum β-lactamase-producing Klebsiella pneumoniae strain. Antimicrob Agents Chemother. 2001; 45 (4): 1287–1291. doi: 10.1128/aac.45.4.1287-1291.2001.

27. Mizunaga S., Kamiyama T., Fukuda Y., Takahata M., Mitsuyama J. Influence of inoculum size of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa on in vitro activities and in vivo efficacy of fluoroquinolones and carbapenems. J Antimicrob Chemother. 2005; 56: 91–96. doi: 10.1093/jac/dki163.

28. Lee D.-G., Murakami Y., Andes D.R., Craig W.A. Inoculum effects of ceftobiprole, daptomycin, linezolid, and vancomycin with Staphylococcus aureus and Streptococcus pneumoniae at inocula of 105 and 107 CFU injected into opposite thighs of neutropenic mice. Antimicrob Agents Chemother. 2013; 57 (3): 1434–1441. DOI: 10.1128/aac.00362-12.

29. Harada Y., Morinaga Y., Kaku N., Nakamura S., Uno N., Hasegawa H., et al. In vitro and in vivo activities of piperacillin-tazobactam and meropenem at different inoculum sizes of ESBL-producing Klebsiella pneumoniae. Clin Microbiol Infect. 2014; 20: O831–O839. doi: 10.1111/1469-0691.12677.

30. Saeki M., Shinaqawa M., Yakuwa Y., Nirasawa S., Sato Y., Yanagihara N., et al. Inoculum effect of high concentrations of methicillin-susceptible Staphylococcus aureus on the efficacy of cefazolin and other betalactams. J Infect Chemother. 2018; 24 (3): 212–215. doi: 10.1016/j.jiac.2017.10.021.

31. Fantin B., Poujade J., Grégoire N., Chau F., Roujansky A., Kieffer N., et al. The inoculum effect of Escherichia coli expressing mcr-1 or not on colistin activity in a murine model of peritonitis. Clin Microbiol Inf. 2019; 25 (12): 1563.e5–1563.e8. doi: 10.1016/j.cmi.2019.08.021.

32. McNeil J.C., Sommer L.M., Boyle M., Hogan P., Vallejo J.G., Hultén K.G., et al. Cefazolin inoculum effect and methicillin-susceptible Staphylococcus aureus osteoarticular infections in children. Antimicrob Agents Chemother. 2020; 64 (9): e00703-20. doi: 10.1128/AAC.00703-20.