Влияние условий культивирования на передачу генов антибиотикорезистентности у холерного вибриона

Рост антибиотикорезистентности вызывает необходимость изучения процессов приобретения и утраты генетических элементов, ответственных за устойчивость. Цель исследования — изучить влияние температуры, биоплёнкообразования и антибиотиков на эффективность переноса интегративного конъюгативного элемента (ICE) в штаммах Vibrio cholerae О1 El Tor. Материал и методы. Осуществляли конъюгативную передачу ICE-элемента из штаммов V. cholerae О1 El Tor клеткам Escherichia сoli QD 5003 Rifr и V. cholerae О1 El Tor 5879 Nalr в планктоне и в биоплёнках на пластике и хитине при 25–37°C. Наличие ICE определяли по гену интегразы (int). Трансконъюганты тестировали на чувствительность к антибиотикам и на наличие генов устойчивости к тетрациклинам (tetR), фторхинолонам (qnrVC1), триметоприму (dfrA1) и хлорамфениколу (floR). Индукцию конъюгации проводили субингибирующими концентрациями ципрофлоксацина, доксициклина, триметоприма/сульфаметоксазола, стрептомицина. Результаты. Эффективность конъюгации в биоплёнках была выше, чем в планктоне, и снижалась при понижении температуры. Стрептомицин и триметоприм/сульфаметоксазол стимулировали конъюгацию в биоплёнках на хитине. Доксициклин и ципрофлоксацин увеличивали частоту конъюгации в планктоне. Заключение. Температура и биоплёнкообразование влияют на передачу генов антибиотикорезистентности у холерных вибрионов. В условиях сложной биоплёнки, по сравнению с планктонной формой, происходит повышение эффективности конъюгации между холерными вибрионами и другими представителями семейства Enterobacteriaceae, более выраженное на биотическом субстрате (хитине) и при 37°C. Субингибирующие концентрации антибиотиков могут как стимулировать, так и подавлять процесс конъюгации в биоплёнках. Необходимо решение экологических проблем, связанных с загрязнением окружающей среды пластиковым мусором и антибиотиками, соблюдение дозировок при назначении средств этиотропной терапии, поиск веществ, подавляющих передачу генов антибиотикорезистентности, либо способствующих элиминации имеющихся мобильных генетических элементов, ответственных за антибиотикорезистентность.

1. Рыбальченко Д. А., Щелканова Е. Ю., Лозовский Ю. В., Федоров А. В., Смирнова Н. И. Распространенность разных типов интегративного конъюгативного элемента SXT/R391, кодирующего множественную резистентность к антибиотикам, среди клинических штаммов возбудителя холеры. Проблемы особо опасных инфекций. 2022; 1: 137– 147. doi: https://doi.org/10.21055/0370-1069-2022-1-137-147.

2. Corrado N., Burrus V. The dualistic nature of integrative and conjugative elements. Annul Rev Genet 2015; 21: 98–102. doi: 10.1080/2159256X.2015.1102796

3. Bioteau A., Durand R., Burrus V. Redefinition and unification of the SXT/R391 family of integrative and conjugative elements. Applied Environmen Microbiolgy. 2018; 84: 13. doi: 10.1128/AEM.00485-18.

4. Lu J., Wang Y., Jin M., Yuan Z., Bond P., Guo J. Both silver ions and silver nanoparticles facilitate the horizontal transfer of plasmid-mediated antibiotic resistance genes. Water Res. 2020; 169: 115229. doi: 10.1016/j.watres.2019.115229.

5. Chen X., Yin H., Li G., Wang W., Wong P. K., Zhao H., An T. Antibiotic-resistance gene transfer in antibiotic-resistance bacteria under different light irradiation: Implications from oxidative stress and gene expression. Water Res. 2019; 149: 282–291. doi: 10.1016/j.watres.2018.11.019.

6. Lutz C., Erken M., Noorian P., Sun S., McDougald D. Environmental reservoirs and mechanisms of persistence of Vibrio cholerae. Front Microbiol. 2013; 4: 375. doi: 10.3389/fmicb.2013.00375.

7. Harriott M. M., Noverr M. C. Candida albicans and Staphylococcus aureus form polymicrobial biofilms: effects on antimicrobial resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2009; 53 (9): 3914–3922. doi: 10.1128/AAC.00657-09.

8. Król J. E., Wojtowicz A. J., Rogers L. M., Heuer H., Smalla K., Krone S. M., Top E. M. Invasion of E. coli biofilms by antibiotic resistance plasmids. Plasmid. 2013; 70 (1): 110–119. doi: 10.1016/j.plasmid.2013.03.003.

9. Lopatkin A. J., Huang S., Smith R. P., Srimani J. K., Sysoeva T. A., Bewick S., Karig D. K., You L. Antibiotics as a selective driver for conjugation dynamics. Nat Microbiol. 2016; 1: 16044. doi: 10.1038/nmicrobiol.2016.44

10. Dahmane N., Robert E., Deschamps J., Meylheuc T., Delorme C., Briandet R., Leblond-Bourget N., Guédon E., Payot S. Impact of cell surface molecules on conjugative transfer of the integrative and conjugative element ICESt3 of Streptococcus thermophilus. Appl Environ Microbiol. 2018; 84 (5): e02109–17. doi: 10.1128/AEM.02109-17.

11. Huang H., Chen Y., Zheng X., Su Y., Wan R., Yang S. Distribution of tetracycline resistance genes in anaerobic treatment of waste sludge: The role of pH in regulating tetracycline resistant bacteria and horizontal gene transfer. Bioresour Technolog. 2016; 218: 1284–1289. doi: 10.1016/j.biortech.2016.07.097.

12. Nohejl T., Valcek A., Papousek I., Palkovicova J., Wailan A. M., Pratova H., Minoia M., Dolejska M. Genomic analysis of qnr-harbouring IncX plasmids and their transferability within different hosts under induced stress. BMC Microbiol. 2022; 22 (1): 136. doi: 10.1186/s12866-022-02546-6.

13. Селянская Н. А., Водопьянов С. О., Рыкова В. А., Соколова Е. П. Трансмиссивная антибиотикоустойчивость, обусловленная SXTэлементом, у холерных вибрионов, выделенных на территории России. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2020; 3: 258–264. doi: https://doi.org/10.36233/0372-9311-2020-97-3-8.

14. Селянская Н. А., Меньшикова Е. А., Курбатова Е. М., Головин С. Н. Оценка эффективности антибиотиков в отношении Vibrio cholerae в условиях формирования сложной биоплёнки. Антибиотики и химиотер. 2020; 65 (3–4): 12–15. doi: 10.37489/0235-2990-2020-65-3-4-12-15.

15. Определение чувствительности возбудителей опасных бактериальных инфекций (чума, сибирская язва, холера, туляремия, бруцеллёз, сап, мелиоидоз) к антибактериальным препаратам. Метод.указ. МУК 4.2.2495-09. М.: 2009; 59.

16. Методы лабораторной диагностики холеры. Метод.указ. МУК 4.2.3745-22. М.: 2022:24.

17. Водопьянов А. С., Водопьянов С. О., Олейников И. П., Мишанькин Б. Н., Кругликов В. Д., Архангельская И. В., Зубкова Д. А., Ежова М. И. INDELи VNTR-типирование штаммов Vibrio cholerae, выделенных в 2013 году из объектов окружающей среды на территории Российской Федерации. Здоровье населения и среда обитания. 2015; 5 (266): 41–44.

18. Титова С. В., Меньшикова Е. А., Водопьянов С. О., Олейников И. П., Бородина Т. Н. Изучение биоплёночной формы холерных вибрионов методом ПЦР-РВ. Эпидемиология и инфекционные болезни. 2022; 27 (1): 23–32. doi: https://doi.org/10.17816/EID109894.

19. Spagnoletti M., Ceccarelli D., Colombo M. M. Rapid detection by multiplex PCR of Genomic Islands, prophages and Integrative Conjugative Elements in V. cholerae 7th pandemic variants. J Microbiol Methods. 2012; 88 (1): 98–102. doi: 10.1016/j.mimet.2011.10.017.

20. Крицкий А. А., Челдышова Л. Б., Заднова С. П., Плеханов Н. А., Смирнова Н. И. Способ одновременного выявления штаммов Vibrio cholerae и определения в их геноме генов лекарственной устойчивости с помощью ПЦР в режиме реального времени. Биотехнология. 2018; 34 (2): 70–72. doi: 10.21519/0234-2758-2018-34-2-70-79.

21. Harriott M. M., Noverr M. C. Candida albicans and Staphylococcus aureus form polymicrobial biofilms: effects on antimicrobial resistance. Antimicrob Agents Chemother. 2009; 53 (9): 3914–3922. doi: 10.1128/AAC.00657-09.

22. Марков Е. Ю., Куликалова Е. С., Урбанович Л. Я., Вишняков В. С., Балахонов С. В. Хитин и продукты его гидролиза в экологии Vibrio cholerae. Обзор. Биохимия. 2015; 80 (9): 1334–1343.

23. Pallares-Vega R., Macedo G., Brouwer M. S. M., Leal L. H., Maas P., Loosdrecht M. C. M., Weissbrodt D. G., Heederik D., Mevius D., Schmitt H. Temperature and Nutrient Limitations Decrease Transfer of Conjugative IncP-1 Plasmid pKJK5 to Wild Escherichia coli. Front microbiol. 2021; 12: 656250. doi: 10.3389/fmicb.2021.656250.

24. Ma H., Bryers J. D. Non-invasive determination of conjugative transfer of plasmids bearing antibiotic-resistance genes in biofilm-bound bacteria: effects of substrate loading and antibiotic selection. Appl Microbiol Biotechnol. 2013; 97 (1): 317–328. doi: 10.1007/s00253-012-4179-9.

25. Beaber J. W., Hochhut B., Waldor M. K. SOS response promotes horizontal dissemination of antibiotic resistance genes. Nature. 2004; 427 (6969): 72–74. doi: 10.1038/nature02241.

26. Poulin-Laprade D., Burrus V. A λ cro-like repressor is essential for the induction of conjugative transfer of SXT/R391 elements in response to DNA damage. J. Bacteriol. 2015; 197 (24): 3822–3833. doi: 10.1128/JB.00638-15.

27. Mohanraj R. S., Mandal J. Azithromycin can induce SOS response and horizontal gene transfer of SXT element in Vibrio cholerae. Mol Biol Rep. 2022; 49 (6): 4737–4748. doi: 10.1007/s11033-022-07323-2.

28. Schuurmans J. M., Hijum S. A.F. T., Piet J. R., Handel N., Smelt J., Brul S., ter Kuile B. H. Effect of growth rate and selection pressure on rates of transfer of an antibiotic resistance plasmid between E. coli strains. Plasmid. 2014; 72: 1–8. doi: 10.1016/j.plasmid.2014.01.002.

29. Díaz-Pascual F., Hartmann R., Lempp M., Vidakovic L., Song B., Jeckel H., Thormann K. M., Yildiz F. H., Dunkel J., Link H., Nadell C. D., Drescher K. Breakdown of Vibrio cholerae biofilm architecture induced by antibiotics disrupts community barrier function. Nat Microbiol. 2019; 4 (12): 2136– 2145. doi: 10.1038/s41564-019-0579-2.

30. Захарова И. Б., Викторов Д. В. Интегративные конъюгативные элементы микроорганизмов (ICEs). Молекулярная генетика. 2015; 33 (3): 9–16.