Эффективность пептидного продукта из гипофиза северного оленя в качестве антиоксидантного средства при сочетанном воздействии светового десинхроноза и депримирующего токсиканта

В экспериментальном исследовании при сочетанном воздействии на крыс факторов различной природы: физического фактора — длительный световой десинхроноз (разные световые режимы) и химического фактора — острое тяжёлое отравление депримирующим ядом (тиопентал натрия, ЛД₅₀) изучали возможность использования методов определения оксидативного статуса организма (ферментное и неферментное звенья клеточной антиоксидантной системы) для оценки антиоксидантных свойств пептидов из гипофиза Северного оленя (Rangifer tarandus). У животных опытных подгрупп фармакологическую коррекцию оксидативного статуса клеток проводили пептидным продуктом гипофиза, вводя выжившим крысам этот биопродукт интраназально в дозе 100 мкг/кг, однократно в первую половину объективного дня на протяжении 14 дней после отравления тиопенталом натрия. Выжившим животным контрольных подгрупп аналогичным образом вводили физиологический раствор. Эффективность коррекции пептидным продуктом гипофиза нарушений клеточного оксидативного статуса тестировали через 1 мес. от начала сочетанного воздействия на крыс стресс-факторов. Установили, что использование данного биоактивного пептидного продукта у экспериментальных животных, подверженных воздействию разных световых режимов и химического фактора, способствовало снижению в эритроцитах крыс изначально повышенных показателей перекисного окисления липидов и повышению изначально сниженных показателей ферментативного звена антиоксидантной защиты. После фармакологической коррекции увеличивалась активность супероксидисмутазы, глутатионпероксидазы, глутатионтрансферазы, глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы. В эритроцитах увеличивалась также концентрация восстановленного глутатиона. Максимальные изменения были отмечены в опытной подгруппе крыс, подвергнутых сочетанному воздействию постоянного освещения и депримирующего яда. Было также установлено, что выявленные позитивные изменения показателей ферментативного звена антиоксидантной защиты у животных опытных подгрупп ассоциированы с поддержанием в красных клетках крови достаточной концентрации восстановленного глутатиона, что при нарушении условий внешнего режима освещения способствовало сохранению клеточного редокс-баланса.

1. Kashuro V.A., Glushkov S.I., Novikova T.M., Aksenov V.V. Cardioprotective effect of cytoflavine on a model of doxorubicin-induced cardiomyopathy Eksp Klin Farmakol. 2010; 73 (3): 15–17. PMID: 20408423.

2. Giordano C., Marchio M., Biagini G. Neuroactive peptides as putative mediators of antiepileptic ketogenic diets Front Neurol. 2014; 5: 63: 1–14. doi:10.3389/fneur.2014.00063.

3. Fosgerau K., Hoffmann T, Peptide therapeutics: current status and future directions Drug Discov Today. 2015; 20 (1): 122–128. doi: 10.1016/j.drudis.2014.10.003.

4. Батоцыренова Е.Г., Кострова Т.А., Жиляева Е.Х. и др. Окислительный стресс в психиатрии и неврологии, Санкт-Петербург 2016; 19–20.

5. Батоцыренова Е.Г., Кашуро В.А.,. Иванов М.Б. Маркеры энергетического обмена в условиях нарушения циркадианных ритмов. Вопросы биол мед фарм химии. 2017; 20 (11): 39–42.

6. Кострова Т.А., Жиляева Е.Х., Лисицкий Д.С. и др. Взаимодействие нервной и иммунной систем в норме и при патологии, СПб.: 2017; 135.

7. Швецов А.В., Дюжикова Н.А, Савенко Ю.Н., Батоцыренова Е.Г., Кашуро В.А. Влияние экспериментальной комы на экспрессию белка BCL-2 И КАСПАЗ-3,9 в мозге крыс. Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2015; 160 (8): 178–181.

8. Klimina K.M., Batotsyrenova E.G., Yunes R.A., Gilyaeva E.H., Poluektova E.U., Kostrova T.A., Kudryavtseva A.V., Odorskaya M.V., KashuroV.A., Kasianov A.S., Ivanov M.B., Danilenko V.N. The effects of desynchronosis on the gut microbiota composition and physiological parameters of rats. BMC Microbiology. 2019;19: 160. doi: 10.1186/s12866-019-1535-2.

9. Носов А.В., Башарин В.А., Бонитенко Е.Ю, Белякова Н.А. Коррекция нарушений энергетического обмена при острых отравлениях депримирующими ядами. Medline.ru 2014; 15: 195–208.

10. Batotsyrenova E.G., Zolotoverkhaja E.A.,. Kashuro V.A, Sharabanov A.V. Changes of biochemical parameters in blood serum rats under chronic light desynchronosis. Biomeditsinskaya Khimiya. 2020; 66 (6): 450–455. doi: 10.18097/PBMC20206606450.

11. Стальная И. Д. Современные методы в биохимии: книга. Под ред. В. Н. Ореховича, М.: Медицина. 1977.

12. Mihara M., Uchiyama M. Determination of malonaldehyde precursor in tissues by thiobarbituric acid test Anal Biochem.1978; 86 (1): 271–278. doi: 10.1016/0003-2697(78)90342-1.

13. Ellman G. L. Tissue sulfhydryl groups. Arch Biochem Biophys. 1959; 2 (1): 70–77. doi: 10.1016/0003-9861(59)90090-6.

14. Habig W. H., Jakoby W. B. Assays for differentiation of glutathione Stransferases. Methods Enzymol. 1981; 77: 398–405. doi: 10.1016/s0076-6879(81)77053-8.

15. Ray S., Reddy A.B. Cross-talk between circadian clocks, sleep-wake cycles, and metabolic networks: Dispelling the darkness Bioessays. 2016; 38: 394–405. doi: 10.1002/bies.201500056.

16. Кострова Т.А., Батоцыренова Е.Г., Кашуро В.А., Долго-Сабуров В.Б., Степанов С.В., Золотоверхая Е.А., Щепеткова К.М. Оценка биохимических показателей в тканях головного мозга у крыс в отдалённый период после тяжёлого отравления тиопенталом натрия. Медицина экстремальных ситуаций. 2019; 21 (3): 429–435.

17. Brancaccio M., Enoki R., Mazuski C. N., Jones J., Evans J.A., Azzi A. Network-mediated encoding of circadian time: the suprachiasmatic nucleus (SCN) from genes to neurons to circuits, and back. J Neurosci. 2014; 34 (46): 15192–15199. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3233-14.2014.

18. Кашуро В.А. Патогенетическое и диагностическое значение системы глутатиона в оценке цитотоксического действия противоопухолевых препаратов. Автоpеф. диc. д-pа мед. наук, СПб.: 2009; 14.

19. Москалев А.А. Старение и гены. СПб.: Наука. 2008; 358.