Preview

Антибиотики и Химиотерапия

Расширенный поиск

SNP-полиморфизм в геномах изолятов Streptococcus pneumoniae CC320, устойчивых к бета-лактамным антибиотикам

Полный текст:

Аннотация

В результате биоинформационного анализа данных полногеномного секвенирования изолятов Streptococcus pneumoniae клонального комплекса СС320, циркулирующих в Российской Федерации, а также данных об изолятах СС320 из открытых источников у резистентных к пенициллину изолятов было обнаружено 139 миссенс-мутаций в 45 генах. Кроме мутаций в генах основных пенициллин-связывающих белков (ПСБ - PBP1A, PBP2B и PBP2X) высокая частота мутаций обнаружена в генах, входящих в состав dcw-клагтера (division and cell wall), а также в белке RegR, который относится к регуляторам транскрипции, принадлежащим к семейству LacI/GalR. Формирование резистентности к бета-лактамным антибиотикам у S.pneumoniae определяется не только модификацией ПСБ, но и адаптационными изменениями в метаболических путях участвующих в росте делении бактериальной клетки.

Об авторах

И. А. Цветкова
НИИ детских инфекций ФМБА России
Россия


М. О. Волкова
НИИ детских инфекций ФМБА России
Россия


О. С. Калиногорская
НИИ детских инфекций ФМБА России
Россия


С. С. Беланов
Университет Хельсинки, Институт Биотехнологии
Россия


В. В. Гостев
НИИ детских инфекций ФМБА России
Россия


С. В. Сидоренко
НИИ детских инфекций ФМБА России; Северо-Западный Государственный Медицинский Университет им. И.И. Мечникова
Россия


Список литературы

1. Hulten K.G., Kaplan S.L., Lamberth L.B., Barson W.J., Romero J.R., Lin P.L., Bradley J.S., Givner L.B., Tan T.Q., Hoffman J.A., Mason E.O. Changes in Streptococcus pneumoniae Serotype 19A Invasive Infections in Children from 1993 to 2011. J Clin Microbiol 2013; 51: 1294-1297.

2. Sauerbier J., Maurer P., Rieger M., Hakenbeck R. Streptococcus pneumoniae R6 interspecies transformation: genetic analysis of penicillin resistance determinants and genome-wide recombination events. Mol Microbiol 2012; 86: 692-706.

3. Albarracin Orio A.G., Pinas G.E., Cortes P.R., Cian M.B., Echenique J. Compensatory evolution of pbp mutations restores the fitness cost imposed by beta-lactam resistance in Streptococcus pneumoniae. PLoS Pathog 2011; 7: e1002000.

4. Chewapreecha C., Marttinen P., Croucher N.J., Salter S.J., Harris S.R., Mather A.E., Hanage W.P., Goldblatt D., Nosten F.H., Turner C. et al. Comprehensive identification of single nucleotide polymorphisms associated with beta-lactam resistance within pneumococcal mosaic genes. PLoS Genet 2014; 10: e1004547.

5. Reinert R., Jacobs M.R., Kaplan S.L. Pneumococcal disease caused by serotype 19A: review of the literature and implications for future vaccine development. Vaccine 2010; 28: 4249-4259.

6. Shin J., Baek J.Y., Kim S.H., Song J.H., Ko K.S. Predominance of ST320 among Streptococcus pneumoniae serotype 19A isolates from 10 Asian countries. J Antimicrob Chemother 2011; 66: 1001-1004.

7. Moore M.R., Gertz R.E., Jr., Woodbury R.L., Barkocy-Gallagher G.A., Schaffner W., Lexau C., Gershman K., Reingold A., Farley M., Harrison L.H. et al. Population snapshot of emergent Streptococcus pneumoniae serotype 19A in the United States, 2005. J Infect Dis 2008; 197: 1016-1027.

8. Beall B.W., Gertz R.E., Hulkower R.L., Whitney C.G., Moore M.R., Brueggemann A.B. Shifting genetic structure of invasive serotype 19A pneumococci in the United States. J Infect Dis 2011; 203: 1360-1368.

9. Vestrheim D.F., Steinbakk M., Aaberge I.S., Caugant D.A. Postvaccination increase in serotype 19A pneumococcal disease in Norway is driven by expansion of penicillin-susceptible strains of the ST199 complex. Clin Vaccine Immunol 2012; 19: 443-445.

10. Croucher N.J., Finkelstein J.A., Pelton S.I., Mitchell P.K., Lee G.M., Parkhill J., Bentley S.D., Hanage W.P., Lipsitch M. Population genomics of post-vaccine changes in pneumococcal epidemiology. Nat Genet 2013; 45: 656-663.

11. Treangen T.J., Ondov B.D., Koren S., Phillippy A.M. The Harvest suite for rapid core-genome alignment and visualization of thousands of intraspecific microbial genomes. Genome Biol 2014; 15: 524.

12. Corander J., Marttinen P., Siren J., Tang J. Enhanced Bayesian modelling in BAPS software for learning genetic structures of populations. BMC Bioinformatics 2008; 9: 539.

13. Chewapreecha C., Harris S.R., Croucher N.J., Turner C., Marttinen P., Cheng L., Pessia A., Aanensen D.M., Mather A.E., Page A.J. et al. Dense genomic sampling identifies highways of pneumococcal recombination. Nat Genet 2014; 46: 305-309.

14. Mouz N., Di Guilmi A.M., Gordon E., Hakenbeck R., Dideberg O., VernetT. Mutations in the active site of penicillin-binding protein PBP2x from Streptococcus pneumoniae. Role in the specificity for beta-lactam antibiotics. J Biol Chem 1999; 274: 19175-19180.

15. Pagliero E., Chesnel L., Hopkins J., Croize J., Dideberg O., Vernet T., Di Guilmi A.M. Biochemical characterization of Streptococcus pneumoniae penicillin-binding protein 2b and its implication in beta-lactam resistance. Antimicrob Agents Chemother 2004; 48: 1848-1855.

16. De la Iglesia R., Valenzuela-Heredia D., Pavissich J.P., Freyhoffer S., Andrade S., Correa J.A., Gonzalez B. Novel polymerase chain reaction primers for the specific detection of bacterial copper P-type ATPases gene sequences in environmental isolates and metagenomic DNA. Lett Appl Microbiol 2010; 50: 552-562.

17. Noirclerc-Savoye M., Le Gouellec A., Morlot C., Dideberg O., Vernet T., Zapun A. In vitro reconstitution of a trimeric complex of DivIB, DivIC and FtsL, and their transient co-localization at the division site in Streptococcus pneumoniae. Mol Microbiol 2005; 55: 413-424.

18. Land A.D., Tsui H.C., Kocaoglu O., Vella S.A., Shaw S.L., Keen S.K., Sham L.T., Carlson E.E., Winkler M.E. Requirement of essential Pbp2x and GpsB for septal ring closure in Streptococcus pneumoniae D39. Mol Microbiol 2013; 90: 939-955.

19. Massidda O., Novakova L., Vollmer W. From models to pathogens: how much have we learned about Streptococcus pneumoniae cell division? Environ Microbiol 2013; 15: 3133-3157.

20. Massidda O., Anderluzzi D., Friedli L., Feger G. Unconventional organization of the division and cell wall gene cluster of Streptococcus pneumoniae. Microbiology 1998; 144 ( Pt 11): 3069-3078.

21. Miner Z., Schlagman S.L., Hattman S.Single amino acid changes that alter the DNA sequence specificity of the DNA-[N6-adenine] methyltransferase (Dam) ofbacteriophage T4. Nucleic Acids Res 1989; 17: 8149-8157.

22. Fadda D., Santona A., D Ulisse V., Ghelardini P., Ennas M.G., Whalen M.B., Massidda O. Streptococcus pneumoniae DivIVA: localization and interactions in a MinCD-free context. J Bacteriol 2007; 189: 1288-1298.

23. Chapuy-Regaud S., Ogunniyi A.D., Diallo N., Huet Y., Desnottes J.F., Paton J.C., Escaich S., Trombe M.C. RegR, a global LacI/GalR family regulator, modulates virulence and competence in Streptococcus pneumoniae. Infect Immun 2003; 71: 2615-2625.

24. Contreras-Martel C., Dahout-Gonzalez C., Martins Ados S., Kotnik M., Dessen A. PBP active site flexibility as the key mechanism for beta-lactam resistance in pneumococci. J Mol Biol 2009; 387: 899-909.

25. Fadda D., Pischedda C., Caldara F., Whalen M.B., Anderluzzi D., Domenici E., Massidda O. Characterization of divIVA and other genes located in the chromosomal region downstream of the dcw cluster in Streptococcus pneumoniae. J Bacteriol 2003; 185: 6209-6214.

26. Flardh K. Essential role of DivIVA in polar growth and morphogenesis in Streptomyces coelicolor A3(2). Mol Microbiol 2003; 49: 1523-1536.

27. Hamoen L.W., Meile J.C., de Jong W., Noirot P., Errington J. SepF, a novel FtsZ-interacting protein required for a late step in cell division. Mol Microbiol 2006; 59: 989-999.

28. Kabeya Y., Nakanishi H., Suzuki K., Ichikawa T., Kondou Y., Matsui M. Miyagishima S.Y. The YlmG protein has a conserved function related to the distribution of nucleoids in chloroplasts and cyanobacteria. BMC Plant Biol 2010; 10: 57.

29. Miyagishima S.Y., Wolk C.P., Osteryoung K.W. Identification of cyanobacterial cell division genes by comparative and mutational analyses. Mol Microbiol 2005; 56: 126-143.

30. Ramirez-Arcos S., Liao M., Marthaler S., Rigden M., Dillon J.A Enterococcus faecalis divIVA: an essential gene involved in cell division, cell growth and chromosome segregation. Microbiology 2005; 151: 1381-1393.

31. Ramos A., Honrubia M.P., Valbuena N., Vaquera J., Mateos L.M., Gil J.A. Involvement of DivIVA in the morphology of the rod-shaped actinomycete Brevibacterium lactofermentum. Microbiology 2003; 149: 3531-3542.


Для цитирования:


Цветкова И.А., Волкова М.О., Калиногорская О.С., Беланов С.С., Гостев В.В., Сидоренко С.В. SNP-полиморфизм в геномах изолятов Streptococcus pneumoniae CC320, устойчивых к бета-лактамным антибиотикам. Антибиотики и Химиотерапия. 2016;61(11-12):21-27.

For citation:


Tzvetkova I.A., Volkova M.Q., Kalinogorskaya Q.S., Belanov S.S., Gostev V.V., Sidorenko S.V. SNP Polymorphism in Genomes of CC320 Isolates of Streptococcus pneumoniae Resistant to Beta-Lactams. Antibiotics and Chemotherapy. 2016;61(11-12):21-27. (In Russ.)

Просмотров: 46


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0235-2990 (Print)